Les équipements

• Laboratoire de spectrométrie de masse
• Laboratoire de microscopie
• Laboratoire de RMN
• Laboratoire de phénotypage compositionnel et structural
• Solutions numériques

Laboratoire de spectrométrie de masse

Structure fine des oligo/polysaccharides

Trappe Ionique Amazon SL (Bruker) (2018) (Technologie ESI-IT - couplé avec une UPLC)

• Modifiée pour une activation des ions par des cations d’hélium accélérés (fragmentation MS/MS à haute énergie par CTD, Charge Transfer Dissociation)

Select SERIES Cyclic IMS (Waters) (2019) (Technologie ESI-Q-IM-TOF - couplé avec une UPLC)

• Un appareil équipé d’une cellule de mobilité ionique haute résolution (mobilité ionique cyclique), pour la séparation d’isomères structuraux et leur détermination structurale par MS/MS

Analyses protéomiques

Q-Exactive HF (Thermo-Fisher) (2019) (Technologie ESI-Q-Orbitrap - couplé avec une nano-UPLC)

• Haute cadence de fragmentation des peptides dans une cellule HCD et haute précision de masse des parents et fragments

Imagerie par spectrométrie de masse

rapifleX Tissue typer (Bruker) (2018) (Technologie MALDI TOF)

• Un laser à 10 kHz pour une cadence de tir adaptée aux expériences d’imagerie moléculaire, et une résolution spatiale de l’ordre de 5-µm.

Laboratoire de microscopie

Observation des structures et de la topographie à l’échelle nanométrique. Mesure de module élastique & composition chimique localisée.

Microscope à force atomique (Bruker) couplé en Raman (Renishaw) (2013)

Observation des structures à l'échelle nanométrique.

Microscope électronique à transmission (JEOL 1230) (2005)

• Fonctionnement en mode cryogénique et conventionnel.

Observation des structures à l'échelle mésoscopique.

Microscope électronique à balayage Quattro S (Thermo-Fisher) (2019) Voir une vidéo !

• Fonctionnement en mode environnemental, adapté aux échantillons mous et hydratés. Mode transmission (STEM). Analyseur élémentaire.

Observation à l'échelle micrométrique.

Microscope confocal à balayage laser (NIKON A1R) (2009, jouvence partielle en 2019)

• Microscopie de fluorescence. Observation de molécules cibles (ex. protéines) après marquage.

Laboratoire de RMN

Mesure des structures polymériques, de leur polymorphisme et de leurs interactions. Densité et mobilité de l'eau et de petits solutés. Micro-imagerie.

Spectromètre RMN haut champ Avance III 9.4T WB (Bruker) (2002, jouvence électronique en 2009, nouvel aimant en 2018)

• Equipé de sondes CPMAS et HRMAS, statiques X et HX pour les échantillons solides à mous

Deux spectromètres RMN bas champ Minispec Mq20 0.47T (2009 et 2018) (Bruker) 

• Robot passeur d'échantillon. 

Laboratoire de phénotypage compositionnel et structural

Extraction automatisée et préparation (dérivation, hydrolyse) des polysaccharides, à moyen débit.

Extracteurs ASE 350 (Thermo-Fisher, deux extracteurs 2010 et 2012) et plateforme de préparation automatisée (Swing SL robotic workflow station, Chemspeed, 2011)

• Egalement un ensemble d'équipements de pesée automatique, broyage à billes, lyophilisation, etc.

Analyse compositionnelle en monosaccharides, détermination des liaisons.

TRACE GC Ultra et TRACE ISQ (Thermo-Fisher, 2011)

• GC et GC/MS

Analyse structurale des mono/oligosaccharides. Quantification.

HPAEC, ICS 6000 (Thermo-Fisher) (2019)

• Séparation d’oligosaccharides par chromatographie d'échange anionique 

ACQUITY ELSD FLUO SQD2 (Waters) (2016 et 2020)

• Une chromatographie UPLC couplée à un détecteur Fluo et un spectromètre de masse

Solutions numériques:

En lien avec l'utilisation de ces équipements, nous développons des solutions numériques que nous mettons à la disposition de la communauté.

Esmraldi

• Bibliothèque logicielle pour réaliser une fusion d'images obtenues en spectrométrie de masse MALDI et en IRM. L'intérêt étant de faciliter l'exploitation conjointe des informations - différentes - apportées par ces deux modalités d'imagerie. La bibliothèque inclut des méthodes adaptées au traitement de chacune des données (noise reduction, peak picking, normalisation, etc.), des méthodes de segmentation, de recalage d'images, ainsi que d'analyse corrélative spatiale des images issues des deux modalités.
• Pour l’utiliser : https://github.com/fgrelard/Esmraldi

MorphoLibJ

• Librairie pour le traitement d’images 2D et 3D, basée sur des outils de morphologie mathématique : filtrage, segmentation, analyse de régions…
• Pour l’utiliser : https://github.com/ijpb/MorphoLibJ

SpecOMS

• Permet d’interpréter les milliers de spectres expérimentaux obtenus dans le cadre d’une analyse protéomique, dans le but d'identifier et caractériser les protéines à grande échelle par spectrométrie de masse. Il est particulièrement bien adapté à l’interprétation réputée difficile des spectres issus de protéines portant des modifications chimiques. Ainsi, le logiciel SpecOMS est capable de comparer des dizaines de milliers de spectres expérimentaux à des centaines de milliers de spectres modélisés sans filtre sur leur masse à partir d'une banque de protéines pour retrouver les similarités et identifier les spectres, ceci en quelques minutes sur un poste de travail standard.
• Pour l’utiliser: https ://github.com/dominique-tessier/SpecOMS

Oligator

• Interface graphique pour dessiner la structure d'un oligosaccharide et produire la liste théorique de ses fragments en MS/MS, en s'appuyant sur la nomenclature d'usage. L'outil offre à l'utilisateur une grande flexibilité dans le choix des motifs oligosaccharidiques ainsi que dans les paramètres de fragmentation, pour s'approcher au mieux des conditions de l'expérience. Pour configurer des substitutions chimiques indépendamment de tout référentiel, mais aussi pour conserver la structure décrite ou exploiter par la suite la liste de fragments avec des outils classiques (type R), Oligator utilise le système de notation SMILES (Simplified Molecular Input Line Entry System), répandu en chimio-informatique.
• Pour l’utiliser: https://github.com/vlollier/oligator

MzLabelEditor

• Outil d'aide à l'annotation de spectres expérimentaux de type MS/MS, dans l'idée de conserver le spectre annoté dans une librairie et capitaliser le travail d'interprétation. L'interface permet de conserver, associées au spectre annoté, les informations clés de l'expérience (instrument, mode d'ionisation, type de fragmentation, etc.). L'annotation du spectre s'effectue en plaçant des étiquettes sur les pics d'intérêt. Ce processus peut être réalisé par comparaison à un autre spectre, utilisé comme référence (éventuellement un spectre théorique, tel que généré par Oligator) : l'interface permet de visualiser les deux spectres et de voir leurs pics en commun. Elle offre aussi des fonctionnalités classiques de manipulation de spectre (zoom, etc.).
• Pour l’utiliser: https://github.com/vlollier/mzLabelEditor